目的  探究西洋参花多糖最佳水提工艺，并建立西洋参花多糖含量的检测方法。

方法  利用水提法提取西洋参花多糖，通过单因素试验优化西洋参花多糖提取温度，正交试验以西洋参花多糖提取率为指标优化工艺参数。采用苯酚-硫酸法测定西洋参花多糖含量，并进行方法学研究。

结果  最佳提取工艺为95 ℃提取2.5 h，提取3次，料液比为1 ∶ 20（倍数），西洋参花多糖提取率为7.01%，人参花多糖提取率为6.54%，西洋参花多糖含量高于人参花。方法学试验显示，D-无水葡萄糖在65~325  μg范围内与吸光度呈现较好的线性关系，平均加样回收率可达99.07%。

结论  该工艺有较高的提取效率，检测方法稳定可行，可为进一步分析西洋参花多糖组分及生理学评价提供试验依据。

西洋参花为五加科人参属多年生草本植物西洋参（Panax quinquefolius L.）的花蕾，天然分布在美国东部到加拿大南部一带，海拔300~500米的低矮山区[1]。西洋参花在每年6~7月吐花，花序为伞形花序，单朵花含30~54个花蕾，花期15~30天，参农一般在花蕾即将开放或部分花蕾刚开放时采收整个花序，西洋参花性凉、微苦，具有补气强身、延缓衰老等疗效[2-3]。

西洋参的传统药用部分在根部，因此将西洋参参根部位提取的粗多糖称为西洋参多糖，其含量为6.25%~9.92%，具有免疫调节、降血糖、抗肿瘤、抗病毒、抗衰老等药理活性[4-7]。经高效液相色谱测得西洋参粗多糖中有10种单糖，含量较高的为半乳糖醛酸、葡萄糖、半乳糖和阿拉伯糖[8-10]。从地上部位的花蕾提取的粗多糖为西洋参花多糖，其含量为5.72%~11.12%，目前被证实有较好的抗氧化活性和增强免疫调节能力的作用，并随着多糖浓度的增加，活性不断增强[11-12]。

目前报道的西洋参多糖提取方法有水煎煮、酸碱提取、酶提、超声辅助提取、超临界流体萃取、微波[13-19]等。西洋参花是非传统食药用部分，故其地上部分往往不被重视，因此对多糖成分的研究较少。刘雪莹等[11]采用水煎煮法提取西洋参花多糖，但未对各提取条件对多糖含量的影响进行系统研究；许宁[20]分别探讨了提取温度、时间、次数对西洋参花总多糖含量的影响，缺少料液比对多糖含量影响的深入研究。本研究以西洋参干燥花蕾为原料，通过单因素试验、正交试验法优化西洋参花总多糖的提取工艺[21-23]，并利用苯酚-硫酸法测定其中总多糖的含量，与人参花总多糖含量进行对比，以期为西洋参花的综合利用和产品开发提供理论基础，对西洋参产业多样化发展起到推动作用。

1 资料与方法

1.1 材料与试剂

人参花和西洋参花药材采集于吉林省通化地区，经吉林人参研究院正高级工程师徐芳菲鉴定为五加科人参属植物人参（Panax ginseng C. A. Mey）和西洋参（Panax quinquefolius L.）的干燥花蕾。

D-无水葡萄糖（GR，批号114k003⁴）购于Sigma-Aldrich，苯酚（AR，批号20230426）购于国药集团化学试剂有限公司，无水乙醇（AR，批号1809261）购于西陇科学股份有限公司，浓硫酸（GR，批号20230417）购于国药集团化学试剂有限公司，一级水（实验室自制）。

1.2 仪器与设备

离心机（湖南湘仪TDZ5-WS）、真空干燥箱（上海慧泰DZF-6050）、循环水式多用真空泵（巩义市予华仪器有限责任公司SHZ-D III）、紫外可见分光光度计（岛津企业管理有限公司UV-2450）、超纯水机（UK威立雅水处理技术ELGA-DI）、数显恒温水浴锅（欧莱博有限公司HH-S8）、电子天平（赛多利斯FA224）。

1.3 单因素试验

1.3.1 对照品溶液的制备

精密称量D-无水葡萄糖1.000 0 g于100 mL的容量瓶中，加水定容至刻度，摇匀，即得质量浓度为10 mg/mL的对照品溶液，用前稀释50倍为使用液。

1.3.2 试样除杂

将西洋参花45 ℃低温烘干至恒重，粉碎后经药典4号筛过筛，密封保存备用。用电子天平称取50 g样品，加入纯度95%乙醇溶液500 mL，水浴锅85 ℃加热浸提4 h，抽滤，弃去滤液，低温烘干滤渣即得西洋参花试样[2]。

1.3.3 水提温度对西洋参花多糖含量的影响考察

称取2 g西洋参花试样于具塞锥形瓶中，溶剂按照加水量1 ∶ 20（倍数）加水，静置1 h，分别于不同温度65 ℃、75 ℃、85 ℃、95 ℃下水浴加热2.5 h。提取完成后，冷却，过滤，加水定容至200 mL（V1），待测。

1.3.4 样品测定

准确量取供试品溶液5.0 mL（V₂）于50 mL离心管中，加入20 mL无水乙醇，4 ℃冷藏过夜，离心5 min（转速：4 000 r/min），弃去上清液，滴入80%乙醇溶液10 mL洗涤离心管中沉淀，离心、洗涤，反复操作3次，沉淀挥干，加水复溶，定容至25 mL（V₃），精密量取该溶液1.0 mL（V₄），补加水至2.0 mL，加入5%苯酚溶液1.0 mL，混匀，加浓硫酸10.0 mL，混匀，置沸水浴中加热2 min，取出，冰浴2 min，冷却至室温，用紫外分光光度计测定吸光度。

西洋参多糖含量计算公式：

式中m₁为待测液葡萄糖质量（mg），m₂为供试品称样量（mg），0.9为葡萄糖换算为多糖换算系数[12]。

1.4 正交试验优化西洋参花多糖提取工艺

1.4.1 正交试验设计

参考水提温度对多糖含量影响的试验结果，选择提取时间、提取次数、料液比三个因素，进行L9（3⁴）正交试验，正交试验设计的因素和水平见表1。

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  表格1 因素与水平表

  Table 1.Table of factors and levels

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1.4.2 验证性试验

为了验证正交试验结果的准确性，在正交最优工艺的基础上，根据方差分析表结果对显著性条件进一步优化，与正交工艺进行比较，经过综合对比确定最佳提取条件。

1.5 西洋参花多糖与人参花多糖含量的比较

根据正交试验所确定的最佳条件进行提取，计算西洋参花多糖与人参花多糖含量。

1.6 西洋参花多糖含量检测的方法学研究

1.6.1 线性关系考察

配置浓度为10 mg/mL的D-无水葡萄糖标准溶液，用前稀释50倍为使用液。精密吸取葡萄糖标准使用液0 μL、325 μL、650 μL、975 μL、1 300 μL、1 625 μL置于50 mL试管中（相当于质量为0 μg、65 μg、130 μg、195 μg、260 μg、325 μg），补加水至2.0 mL，加入5%苯酚溶液1.0 mL，混匀，加入浓硫酸10.0 mL，混匀，置沸水浴中加热2 min，冰浴2 min，冷却至室温，于485 nm波长处以试剂空白为参比测定吸光度。以吸光度为纵坐标，葡萄糖质量（mg）为横坐标绘制标准曲线。

1.6.2 稳定性考察

按“1.4.2”项下的工艺提取西洋参花多糖试样，按照“1.3.4”对同一份样品进行处理，按“1.5.1”方法测定，分别在0~12 h测定吸光度值，并计算相对标准偏差（relative standard deviation，RSD）。

1.6.3 精密度考察

按“1.4.2”项下的工艺提取西洋参花多糖试样，按照“1.3.4”对样品进行处理，按葡萄糖标准曲线所述的含量测定方法，重复测定6次，记录吸光值，计算含量。

1.6.4 回收率考察

采用加样回收法，分别称取6份西洋参花试样1.0 g于具塞锥形瓶中，精密加入无水葡萄糖对照品适量，按“1.4.2”项下工艺提取样品溶液，按照上述方法分别测其吸光度，计算其回收率。

1.6.5 重复性考察

取同一批样品6份，按“1.4.2”项下工艺提取供试品溶液，按照“1.3.4”对样品处理，按葡萄糖标准曲线所述的含量测定方法，测定6次，记录吸光值，计算含量。

2 结果

2.1 单因素试验结果

如图1所示，当水提温度在65~95 ℃范围内，多糖提取率随温度增加而增高，由于温度的增加，溶剂的渗透性和溶解度将大大提高，其他物质的浸出也将加快，水提温度定为95 ℃。

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  图1 水提温度对西洋参花多糖提取率的影响

  Figure 1.Effect of water extraction temperature on the extraction rate of polysaccharide from American ginseng flower

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2.2 西洋参花多糖正交试验结果

2.2.1 正交试验结果

结合试验方差结果与正交表分析，可得出三个因素的影响大小分别为提取次数＞提取时间＞料液比。根据表2和表3结果，确定的最优提取工艺参数为A3B3C2，即提取2.5 h，提取3次，料液比为1 ∶ 20（倍数）。由表3可知，提取时间对多糖提取率具有显著影响。

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  表格2 正交试验结果

  Table 2.Results of orthogonal experiment

  注：均值1、均值2、均值3分别为各因素水平1、2、3所对应的试验指标平均值；极差R表示该因素在其取值范围内试验指标的变化幅度。

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  表格3 方差分析数据

  Table 3.Analysis of variance data

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2.2.2 验证性试验

为了验证上述试验结论的准确性，根据方差分析表的结果对提取工艺进行了进一步优化，在加热温度为95 ℃的条件下，增加提取次数和提取时间，与原工艺提取率对比。如表4所示，优化后工艺为提取时间为3 h，提取次数为4次，料液比为1 ∶ 20（倍数），西洋参花多糖含量为7.17%。正交试验工艺得到的西洋参花多糖含量为7.03%，优化后工艺提取率与正交试验工艺相比提高不大，因此为了节省时间，降低成本，提高效率，西洋参花多糖的提取工艺采取正交试验工艺，提取时间为2.5 h，提取次数为3次，料液比为1 ∶  20（倍数），该工艺稳定可行，适于指导生产。

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  表格4 多糖含量对比

  Table 4.Comparison of polysaccharide conten

  

2.3 西洋参花与人参花多糖含量的比较

根据验证试验所确定的最佳条件进行提取，提取时间为2.5 h，提取次数为3次，料液比为1 ∶ 20（倍数），结果见表5，西洋参花多糖的平均提取率为7.01%，人参花多糖的平均提取率为6.54%。

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  表格5 西洋参花与人参花多糖含量比较

  Table 5.Comparison of polysaccharide content of American ginseng flower and ginseng flower

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2.4 西洋参花多糖含量检测的方法学验证结果

2.4.1 线性关系

由图2知标准曲线的回归方程为

y=3.695 8x+0.012 7（R²=0.996 3）

结果表明，D-无水葡萄糖在65~325 μg范围内与吸光度表现良好的线性关系。

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  图2 葡萄糖标准曲线

  Figure 2.Standard curve of glucose

  

2.4.2 稳定性

由表6可知，不同时间段西洋参花多糖吸光度值在12 h之内差别很小，基本稳定，其平均值为0.877 7，RSD值为1.80%。

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  表格6 稳定性试验结果

  Table 6.Results of stability test

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2.4.3 精密度

仪器精密度试验数据见表7，样品平均含量为7.02%，RSD值为0.07%，表明紫外分光光度仪精密度良好。

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  表格7 仪器精密度试验数据

  Table 7.Experimental results of instrument precision

  

2.4.4 回收率

由表8可知，样品待测物含量与加标量比例为1 ∶ 1时，平均回收率为99.07%，RSD值为1.88%，表明此方法加样回收率较好。

• 
  表格8 加样回收率试验数据

  Table 8.Experimental results of sample recovery

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2.4.5 重复性

由表9可知，同一批样品六次测定的平均含量为7.05%，RSD值为1.23%，说明该检测方法可操作性强，重复性良好。

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  表格9 重复性试验数据

  Table 9.Results of repeated experiments

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3 讨论

本研究利用单因素试验和正交试验法优化了提取温度、提取次数、提取时间、料液比四个因素对西洋参花多糖提取率的影响，采用苯酚-硫酸法测定西洋参花中多糖含量并进行方法学试验验证。结果表明，最佳提取工艺为95 ℃提取3次，每次2.5 h，料液比为1 ∶ 20（倍数），西洋参花多糖含量为7.03%。试验对比了西洋参花与人参花的总多糖含量，西洋参花多糖的提取率为7.01%，人参花多糖的提取率为6.54%，结果表明西洋参花多糖含量高于人参花。目前西洋参花产量大却不被重视，造成了资源浪费，而且西洋参花与人参花有相同的药理活性[21]，多糖含量更高，具有研究和利用价值，这使其很可能成为多糖类产品开发的新来源，同时为进一步系统研究西洋参花多糖、人参花多糖的单糖组成及其对比分析提供基础数据。

西洋参传统以根入药，应用历史悠久，但其质地坚硬，食用方式有局限性，多为长时间煎煮、煲汤、蒸制等方式。西洋参花因质地轻薄，主要活性成分总多糖的水溶性好，水冲泡易于溶出，常冲泡做花茶饮，食用方便。研究发现，西洋参花多糖具有多种药理活性和广阔的市场预期，具有免疫调节、降血糖、抗肿瘤、抗病毒、抗衰老等药理活性，可广泛应用于功能食品和药品原料[12]。水提法提取多糖类成分的局限性在于操作周期长、提取效率不高，但因其条件温和、不破坏多糖结构、不污染环境、仪器操作简单、应用广泛且成本低等优点，更适用于大规模生产[24-25]。

综上所述，本研究在探索西洋参花总多糖提取工艺的基础上，对总多糖含量的分析方法进行系统研究，可有效促进西洋参地上部分资源的综合利用，为西洋参花在功能食品、药品领域的产品多样化发展奠定理论基础。

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